1、如何解剖小鼠？
器械：眼科剪刀、镊子、泡沫板、针头
1.摘眼球放血
2.脱颈椎处死
3.用针头固定四肢于泡沫板上，腹部朝上。
4.镊子捏起腹部皮肤，剪刀剪一小口，暴露腹壁。注意不要一刀剪破腹壁，这样毛容易进入腹腔，里面就不是无菌的了。
5.用手在小口处撕开皮肤，尽量暴露腹部。
6.镊子夹起腹壁，剪开腹腔即可。
如果要求无菌的话，处死的小鼠先在75%酒精中浸泡5min，镊子，剪刀都要消毒。
2、小鼠解剖的方法
小鼠的抓取和固定
正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。
1）单手抓取固定法
小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和保定。抓取时用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌；放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取保定。注意，抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
3、小鼠解剖得到的与人体有什么不同。
在内脏排布上并没有不同
该有的也都有
在比例上和人也没有明显的差别
4、小鼠的解剖的详细步骤（在20分钟之内解剖完）
不知道你是需要取脏器还是什么。我们做的都是先剖开肚皮，摊开之后各脏器就一目了然，然后用那种肩头镊子轻轻一挑就出来了。如果要取脑的话就剪开脑骨，取出就行了。主要是在用力巧，熟练了之后5分钟一只都可以。
5、解剖小鼠需要哪些器材
看你需要做什么解剖实验了，我一般做的解剖实验是取小鼠的一些组织或者脏器，一般的话需要：解剖刀、眼科镊、眼科剪、固定针与固定板。因为是小鼠，所以用的都是小一号的解剖用具。另外，如果你需要做活体的话，还需要注射器用来进行全身麻醉。
希望可以帮助到您，如果还有需要问的请追问。
6、小鼠处死的方法？
采用断颈法，这是小鼠处死最常用的方法，也是小鼠痛苦程度最小的处死方法，符合动物福利学。操作很简单：左手用镊子夹住小鼠的颈部，右手抓住小鼠尾巴，两手猛的用力牵拉，不可犹豫，最好能够一次成功，否则小鼠会很痛苦，但注意不要将头拉掉，这需要控制用力程度，既要讲颈椎拉断，还不能将头拉掉。还有就是最好不要让小鼠看到同类的处死过程，这一般是在班级群体实验中常见的，我们应尊重科学，尊重生命，既然要处死，那么就不要在小鼠死前让它看到痛苦的一幕吧。我们做动物解剖实验时有时还为动物祈祷。
7、小鼠股静脉的解剖位置
实验动物的采血方法——大鼠、小鼠
⒈剪尾采血
需血量很少时常用本法，如作红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可与此法。动物麻醉后，将尾尖剪去约5mm，从尾部向尾尖部按摩，血即从断端流出。也可用刀割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出。如不麻醉，采血量较小。采血结束后，消毒、止血。
用此法每只鼠可采血10余次。小鼠可每次采血约 0.1ml，大鼠约 0.4ml。
⒉眼眶后静脉丛采血
穿刺采用一根特制的长7～10cm硬的玻璃取血管,其一端内径为 1～1.5mm，另一端逐渐扩大，细端长约 1cm即可，将取血管浸入 1％肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。
用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血 0.5～1.0ml。
对大鼠损伤小，建议尝试使用
⒊颈(股)静脉或颈(股)动脉采血
将鼠麻醉，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术,用注射器即可抽出所需血量。大鼠多采用股静脉或股动脉,方法是：大鼠经麻醉后，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需剥离出，再采血。
⒋摘眼球采血
此法常用于鼠类大量采血。采血时,用左手固定动物,压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
⒌断头采血
用剪子迅速剪掉动物头部，立即将动物颈朝下，提起动物，血液可流入已预备好的容器中。
假如切开皮肤，取血完毕，需要将切开的皮肤缝合。
8、求教小鼠解剖分离步骤
小鼠品系：不限
小鼠日龄：6周龄以上适合两步灌流法，6周龄以下适合组织块剪碎法。
两步灌流法：
1.小鼠按80mg/kg的剂量腹腔注射，待小鼠进入深度麻醉状态后迅速将其固定于解剖板上，于超净台中解剖，暴露肝脏。
2.沿门静脉插管固定，灌流前灌流液20ml，流速3-5ml/min。待肝脏完全膨胀，剪断下腔静脉。
3.前灌流液灌流结束后，灌流5ml缓冲液后灌流后灌流液30ml，3-5ml/min。
4.取下肝脏，使用基础培养基冲洗肝脏表面1次。剪碎肝脏，加入20ml基础培养基，轻轻吹打，先后过滤80目、200目细胞筛，收集滤液，600rpm，离心5min。
5.收集沉淀，加入20ml基础培养基重悬细胞，600rpm，离心5min。
6.收集沉淀，加入适量完全培养基+10%FBS重悬细胞，台盼蓝染色计数，以5×105/孔转移细胞入6孔细胞培养板生长。
7.隔天换液，使用完全培养基+5%FBS培养细胞，隔天换液。
组织块剪碎法：
1.断头处死成年小鼠，充分放血后迅速无菌取出肝脏组织，置于缓冲液中；
2.首先将肝组织剪成5mm边长的组织块，使用缓冲液洗涤2-3遍，然后进一步将肝组织剪碎成1mm3的组织小块，使用缓冲液冲洗直至上清澄清；
3.组织块转移至50ml离心管内，加入10ml消化液，37%，静置消化1h，间隔15min摇动1次；
4.消化完全后使用巴氏滴管反复吹打消化产物30次，消化物分别过80目、200目细胞筛，收集滤液；
5.1000rpm，室温离心8min，收集细胞，使用基础培养基重悬细胞；
6.600rpm，离心5min，重复离心纯化2次，细胞经台盼蓝染色，计数，按1x106/25cm2的细胞数分瓶，使用完全培养基+20%FBS进行培养。
7.18h后换液，以后每天换液。
试剂配方：
前灌流液：
含0.02%EDTA，50U/ml肝素钠的无Ca2+，Mg2+的HBSS
缓冲液：
含Ca2+，Mg2+的HBSS
后灌流液：
含0.1%Ⅳ型胶原酶的HBSS（含Ca2+，Mg2+）
基础培养基：
高糖DMEM+10%FBS
9、小鼠解剖图谱、书籍、视频
视频：http://video.baidu.com/v?ct=301989888&rn=20&pn=0&db=0&s=8&word=%D0%A1%CA%F3%BD%E2%C6%CA
图片：http://image.baidu.com/i?tn=baiduimage&ct=201326592&lm=-1&cl=2&fm=ps&word=%D0%A1%CA%F3%BD%E2%C6%CA