1、如何解剖小鼠？
器械：眼科剪刀、鑷子、泡沫板、針頭
1.摘眼球放血
2.脫頸椎處死
3.用針頭固定四肢於泡沫板上，腹部朝上。
4.鑷子捏起腹部皮膚，剪刀剪一小口，暴露腹壁。注意不要一刀剪破腹壁，這樣毛容易進入腹腔，裡面就不是無菌的了。
5.用手在小口處撕開皮膚，盡量暴露腹部。
6.鑷子夾起腹壁，剪開腹腔即可。
如果要求無菌的話，處死的小鼠先在75%酒精中浸泡5min，鑷子，剪刀都要消毒。
2、小鼠解剖的方法
小鼠的抓取和固定
正確的抓取固定動物，是為了不損害動物健康，不影響觀察指標，並防止被動物咬傷，保證實驗順利進行。抓取固定動物的方法依實驗內容和動物類而定。抓取固定動物前，必須對各種動物的一般習性有所了解，抓取固定時既要小心仔細，不能粗暴，又要大膽敏捷，確實達到正確抓取固定動物的目的。
1）單手抓取固定法
小鼠性情較溫順，掙扎力小，比較容易抓取和保定。抓取時用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或鐵籠上。趁著小鼠試圖掙脫的瞬間，迅速用另外三個手指壓住小鼠的尾巴根部握入手掌；放鬆拇指和食指，用另外三個手指控制小鼠，然後用食指和拇指捏住小鼠頭部兩邊疏鬆的皮膚提起小鼠，完成抓取保定。注意，抓小鼠尾巴應抓住尾巴中部或根部，不能僅捏住小鼠尾巴的尾端，因為這時小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠掙扎，有可能弄破尾端。
在進行解剖、手術、心臟采血、尾靜脈注射時，可將小鼠用線繩捆綁在木版上，或固定在尾靜脈注射架及粗試管中。
3、小鼠解剖得到的與人體有什麼不同。
在內臟排布上並沒有不同
該有的也都有
在比例上和人也沒有明顯的差別
4、小鼠的解剖的詳細步驟（在20分鍾之內解剖完）
不知道你是需要取臟器還是什麼。我們做的都是先剖開肚皮，攤開之後各臟器就一目瞭然，然後用那種肩頭鑷子輕輕一挑就出來了。如果要取腦的話就剪開腦骨，取出就行了。主要是在用力巧，熟練了之後5分鍾一隻都可以。
5、解剖小鼠需要哪些器材
看你需要做什麼解剖實驗了，我一般做的解剖實驗是取小鼠的一些組織或者臟器，一般的話需要：解剖刀、眼科鑷、眼科剪、固定針與固定板。因為是小鼠，所以用的都是小一號的解剖用具。另外，如果你需要做活體的話，還需要注射器用來進行全身麻醉。
希望可以幫助到您，如果還有需要問的請追問。
6、小鼠處死的方法？
採用斷頸法，這是小鼠處死最常用的方法，也是小鼠痛苦程度最小的處死方法，符合動物福利學。操作很簡單：左手用鑷子夾住小鼠的頸部，右手抓住小鼠尾巴，兩手猛的用力牽拉，不可猶豫，最好能夠一次成功，否則小鼠會很痛苦，但注意不要將頭拉掉，這需要控制用力程度，既要講頸椎拉斷，還不能將頭拉掉。還有就是最好不要讓小鼠看到同類的處死過程，這一般是在班級群體實驗中常見的，我們應尊重科學，尊重生命，既然要處死，那麼就不要在小鼠死前讓它看到痛苦的一幕吧。我們做動物解剖實驗時有時還為動物祈禱。
7、小鼠股靜脈的解剖位置
實驗動物的采血方法——大鼠、小鼠
⒈剪尾采血
需血量很少時常用本法，如作紅、白細胞計數、血紅蛋白測定、製作血塗片等可與此法。動物麻醉後，將尾尖剪去約5mm，從尾部向尾尖部按摩，血即從斷端流出。也可用刀割破尾動脈或尾靜脈，讓血液自行流出。如不麻醉，采血量較小。采血結束後，消毒、止血。
用此法每隻鼠可采血10餘次。小鼠可每次采血約 0.1ml，大鼠約 0.4ml。
⒉眼眶後靜脈叢采血
穿刺採用一根特製的長7～10cm硬的玻璃取血管,其一端內徑為 1～1.5mm，另一端逐漸擴大，細端長約 1cm即可，將取血管浸入 1％肝素溶液，乾燥後使用。采血時，左手拇指及食指抓住鼠兩耳之間的皮膚使鼠固定，並輕輕壓迫頸部兩側，阻礙靜脈迴流，使眼球充分外突，提示眼眶後靜脈叢充血。右手持取血管，將其尖端插入內眼角與眼球之間，輕輕向眼底方向刺入，當感到有阻力時即停止刺入，旋轉取血管以切開靜脈叢，血液即流入取血管中。采血結束後，拔出取血管，放鬆左手，出血即停止。
用本法在短期內可重復采血。小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血 0.5～1.0ml。
對大鼠損傷小，建議嘗試使用
⒊頸(股)靜脈或頸(股)動脈采血
將鼠麻醉，剪去一側頸部外側被毛，作頸靜脈或頸動脈分離手術,用注射器即可抽出所需血量。大鼠多採用股靜脈或股動脈,方法是：大鼠經麻醉後，剪開腹股溝處皮膚，即可看到股靜脈，把此靜脈剪斷或用注射器采血即可，股動脈較深需剝離出，再采血。
⒋摘眼球采血
此法常用於鼠類大量采血。采血時,用左手固定動物,壓迫眼球，盡量使眼球突出，右手用鑷子或止血鉗迅速摘除眼球，眼眶內很快流出血液。
⒌斷頭采血
用剪子迅速剪掉動物頭部，立即將動物頸朝下，提起動物，血液可流入已預備好的容器中。
假如切開皮膚，取血完畢，需要將切開的皮膚縫合。
8、求教小鼠解剖分離步驟
小鼠品系：不限
小鼠日齡：6周齡以上適合兩步灌流法，6周齡以下適合組織塊剪碎法。
兩步灌流法：
1.小鼠按80mg/kg的劑量腹腔注射，待小鼠進入深度麻醉狀態後迅速將其固定於解剖板上，於超凈台中解剖，暴露肝臟。
2.沿門靜脈插管固定，灌流前灌流液20ml，流速3-5ml/min。待肝臟完全膨脹，剪斷下腔靜脈。
3.前灌流液灌流結束後，灌流5ml緩沖液後灌流後灌流液30ml，3-5ml/min。
4.取下肝臟，使用基礎培養基沖洗肝臟表面1次。剪碎肝臟，加入20ml基礎培養基，輕輕吹打，先後過濾80目、200目細胞篩，收集濾液，600rpm，離心5min。
5.收集沉澱，加入20ml基礎培養基重懸細胞，600rpm，離心5min。
6.收集沉澱，加入適量完全培養基+10%FBS重懸細胞，台盼藍染色計數，以5×105/孔轉移細胞入6孔細胞培養板生長。
7.隔天換液，使用完全培養基+5%FBS培養細胞，隔天換液。
組織塊剪碎法：
1.斷頭處死成年小鼠，充分放血後迅速無菌取出肝臟組織，置於緩沖液中；
2.首先將肝組織剪成5mm邊長的組織塊，使用緩沖液洗滌2-3遍，然後進一步將肝組織剪碎成1mm3的組織小塊，使用緩沖液沖洗直至上清澄清；
3.組織塊轉移至50ml離心管內，加入10ml消化液，37%，靜置消化1h，間隔15min搖動1次；
4.消化完全後使用巴氏滴管反復吹打消化產物30次，消化物分別過80目、200目細胞篩，收集濾液；
5.1000rpm，室溫離心8min，收集細胞，使用基礎培養基重懸細胞；
6.600rpm，離心5min，重復離心純化2次，細胞經台盼藍染色，計數，按1x106/25cm2的細胞數分瓶，使用完全培養基+20%FBS進行培養。
7.18h後換液，以後每天換液。
試劑配方：
前灌流液：
含0.02%EDTA，50U/ml肝素鈉的無Ca2+，Mg2+的HBSS
緩沖液：
含Ca2+，Mg2+的HBSS
後灌流液：
含0.1%Ⅳ型膠原酶的HBSS（含Ca2+，Mg2+）
基礎培養基：
高糖DMEM+10%FBS
9、小鼠解剖圖譜、書籍、視頻
視頻：http://video.baidu.com/v?ct=301989888&rn=20&pn=0&db=0&s=8&word=%D0%A1%CA%F3%BD%E2%C6%CA
圖片：http://image.baidu.com/i?tn=baiduimage&ct=201326592&lm=-1&cl=2&fm=ps&word=%D0%A1%CA%F3%BD%E2%C6%CA